Technicienne de laboratoire

Eliane CHARRAT

Mail : eliane.charrat@univ-amu.fr

EXPERIENCE PROFESSIONNELLE

01.2019-aujourd’hui : Technicienne de laboratoire
CNRS-UMR7263, IMBE/Arbois Aix en Provence
Direction : Professeur Catherine Fernandez
Equipe Paléoenvironnement et Processus Macroécologiques (PPM) (responsables Dr E.Gandouin et le Dr Agathe Leriche)
Etude de l’impact des changements climatiques passés, présent et futur sur le monde vivant, la dynamique des paysages et les services écosystémiques.

Activités principales : Extraction de pollen, des spores fossiles et des insectes fossiles ainsi que la gestion et mise en ligne de la collection de référence de pollen (réorganisation informatique des bases de données Phpadmin et Mysql).

Activités secondaires :

➢ Participation aux mission de terrains : récolte d’échantillon et données de terrains
➢ Analyse en dendrochronologie : lecture des cernes de bois
➢ Correspondante formation de l’IMBE

09.2005-01.2019 : Technicienne de laboratoire
CNRS-UMR7051, INP/Faculté de Médecine Marseille
Direction : Michel Khrestchatisky
Equipe de Dégénérescence et Plasticité Neurales/ Dr. Santiago Rivera
Edude des mécanismes physiopathologiques de la maladie d’Alzheimer dans le cadre de la neuroinflammation de l’amyloïdogenése et des dysfonctions synaptiques.

➢ Production de plasmide afin de les utiliser comme vecteur d’expression de protéine dans des cellules Eucaryotes.
➢ Mise au point d’un modèle in vitro de cicatrice gliale pour l’étude de l’action des MMPs et leurs inhibiteurs sur la croissance axonale
➢ Projet d’étude stéréologique d’un modèle de souris Alzheimer 5xFAD vs 5xFAD-KOMT5 (ABK)

01.2004-09.2005 : Technicienne de laboratoire
Inserm UMR-S 491, Laboratoire Génétique Médicale et Développement /Faculté de Médecine Marseille
Direction : professeur Michel Fontes
Equipe thérapie génétique / Michel Fontes
Edude génétique d’un modèle de rat de polykystose renale spontanée et d’un modèle de souris transgénique PKD1 et PKD2

➢ Elevage de rats polykystiques et de souris transgéniques PKD1 et PKD2 suivie par génotypage.
➢ Analyse de l’expression des protéines PKD1 et PKD2 par des techniques de biologie moléculaire.

09-1999 – 01-2004 : Adjoint technique
Inserm UMR 399, laboratoire de Parasitologie et Génétique des Maladies Infectieuses/Faculté de Médecine Marseille
Direction : Professeur Alain Dessein

➢ Participation à l’étude des facteurs génétiques intervenants dans les maladies parasitaires par génotypage et d’analyse de liaison.
➢ Travail dans le service de diagnostique sérologique de la Leishmaniose par l’analyse sérologique avec des techniques d’immunologie, mise en forme, interprétation et transmission des résultats pour validation par le Médecin.

09-1993 – 09-1999 : Adjoint technique
Laboratoire Interface Matrice biomatériaux / Faculté d’Odontologie Marseille Direction : Professeur Jean-Pierre Proust
Etude de l’intégration osseuse de biomatériaux en utilisant les techniques d’histologie des tissus mous et durs

FORMATIONS ET DIPLÔMES
2012 : Diplôme de l’Ecole Pratique des Hautes Etudes (Bac+5)
Science de la vie et de la terre, Paris
2006 : Stage
Expérimentation animale de niveau II
2005 : Licence
Biologie cellulaire à l’Université d’Aix Marseille II
2000 : Stage
Habilitation pour travailler en laboratoire NSB 3
1995 : Stage
Techniques histologiques des tissus durs dans le laboratoire d’Anatomie Pathologie de l’Hôpital de la Timone
1992 / Brevet de technicien supérieur
Biochimie, Lycée Marie Curie, Marseille
1990 / Baccalauréat F7
Biochimie, Lycée Marie Curie, Marseille

COMPETENCES TECHNIQUES
Culture cellulaire :
Lignées cellules HEK et COS, culture primaire murine (neurones de cortex et hippocampe) et transfection (JetPEI et lipofectamine)
Génétique :
Extraction d’ADN (phenol-chlorophorme), PCR, ABI PRISM 310 et logiciel Genescan, Genotyper.
Biologie moléculaire :
Extraction ARN, PCR quantitative en temps réel avec Taqman 7700 et Western blot
Expérimentation animale :
Perfusion au paraformaldehyde de souris et dissection de cerveaux de souris
Immunologie :
Immunofluorescence direct, ELISA et extraction d’antigène parasitaire.
Histologie
Inclusion (paraffine), coupe (congélation et vibratome) et coloration des tissus durs et mous
Microscopie à fluorescence :
Microsope confocal
Analyses statistiques :
Analyse et présentation des résultats (Pack office, ImageJ, logiciel R, PowerPoint)

COMPETENCES TRANSVERSALES

Travail en équipe
Formation aux techniques de laboratoire (Agents et étudiants Masters/doctorants)
Enseignement (participation aux travaux pratiques de Master I Neuroscience)
Assurer la gestion de stocks de consommables et l’achat de petits appareillages

LANGUES
Français : Langue maternelle
Anglais : expression et compréhension écrites et orales : niveau I

CENTRES D’INTERET
Course à pied compétition 10km, semi marathon et marathons
Randonnée
Cinéma